Infecção por tripanosomatídeos em morcegos (Mammalia: Chiroptera) capturados em diferentes áreas do Brasil e desenvolvimento de uma PCR Multiplex como ferramenta diagnóstica da infecção por Leishmania spp. em mamíferos silvestres
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Data de Publicação: | 2017 |
Tipo de documento: | Tese |
Idioma: | por |
Título da fonte: | Repositório Institucional da FIOCRUZ (ARCA) |
Texto Completo: | https://www.arca.fiocruz.br/handle/icict/25646 |
Resumo: | A capacidade de voo verdadeiro dos morcegos os permite explorar uma diversidade de ambientes com características epidemiológicas distintas. Embora sejam hospedeiros de outros tripanosomatídeos, sua participação no ciclo de transmissão de Leishmania spp. ainda é subestimada. Nesse sentido buscamos identificar a infecção em amostras de baço de morcegos previamente coletadas em seis localidades do Brasil, além de duas expedições realizadas em uma área de transmissão de Leishmaniose (Rebio Guaribas/PB). Entendendo a necessidade de refinar o diagnóstico molecular no sentido de evitar resultados falso-negativos, padronizamos um sistema de PCR Multiplex capaz de detectar simultaneamente a infecção por Leishmania spp. através do kDNA e a viabilidade da amostra por meio da detecção de um fragmento de DNA constitutivo do hospedeiro mamífero (gapdh). Das amostras de baço previamente coletadas 23,2% (32/138) foram positivas para Leishmania spp. As coletas realizadas na Rebio resultaram em 354 morcegos capturados, dos quais 183 foram examinados frente a infecção por tripanosomatídeos. Em quatro animais foi possível o isolamento de três espécies de Trypanosoma, a saber: T. cruzi TcI, T. dionisii, além do primeiro relato de T. marinkelei em Micronycteris minuta. Não foi possível o isolamento de Leishmania spp. entre as culturas de fragmentos de pele, baço ou fígado, entretanto no diagnóstico molecular 37,7% (69/183) foram positivos para o kDNA de Leishmania spp. Sete espécies, do total de 15 analisadas, foram relatadas, pela primeira vez, como hospedeiros de Leishmania spp. no Brasil. No geral, dentre as 101 amostras kDNA positivas, realizamos a PCR direcionada para o marcador HSP70(234) em 64, com amplificação de 76,5% delas (n=49). Destas, 37 foram submetidas ao sequenciamento, porém não obtiveram qualidade suficiente para serem analisadas A clonagem gênica foi realizada em 27 amostras, porém não foi possível a identificação do inserto e a caracterização das espécies. O sistema de PCR Multiplex foi desenhado para detectar um fragmento de 212pb do domínio catalítico do gene constitutivo gapdh, dentro das condições previamente estabelecidas para o diagnóstico de 120pb do kDNA de Leishmania spp. As melhores condições de amplificação foram obtidas usando tanto a enzima TaqDNA HiFidelity quanto o pré-mix de PCR por beads (Ge Healthcare®) sob a seguinte ciclagem: 95°C por 1 min, seguido de 30 ciclos de 95°C por 30 segundos, 61°C por 30 segundos e 72°C por 30 segundos e extensão final a 72°C for 1 min. O teste foi capaz de detectar até 0,1ng de DNA de Leishmania em 100ng de DNA de mamífero. A técnica se mostrou eficaz quando testadas em amostras de 106 mamíferos silvestres, utilizando tecidos de pele, baço e fígado, de mais de 20 espécies de mamíferos silvestres de quatro ordens: Chiroptera, Didelhimorphia, Lagomorpha e Rodentia. A reprodutibilidade da técnica permite que este teste possa ser incorporado a rotina do diagnóstico molecular de Leishmania spp. em mamíferos silvestres. A diversidade de morcegos naturalmente infectados e o seu encontro em todas as localidades analisadas, demonstra que esses animais são hospedeiros de espécie(s) de Leishmania em diferentes regiões do país, incluindo áreas endêmicas da parasitose e que o seu papel como reservatórios silvestres ainda necessita ser melhor definido. O monitoramento contínuo destes animais em expedições que busquem não somente o diagnóstico da infecção por Leishmania sp, mas que avancem no sucesso da caracterização em nível específico, é fundamental para o conhecimento das espécies envolvidas em cada localidade, em especial devido à complexidade e dinamicidade da transmissão destes parasitos na natureza. |
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Nesse sentido buscamos identificar a infecção em amostras de baço de morcegos previamente coletadas em seis localidades do Brasil, além de duas expedições realizadas em uma área de transmissão de Leishmaniose (Rebio Guaribas/PB). Entendendo a necessidade de refinar o diagnóstico molecular no sentido de evitar resultados falso-negativos, padronizamos um sistema de PCR Multiplex capaz de detectar simultaneamente a infecção por Leishmania spp. através do kDNA e a viabilidade da amostra por meio da detecção de um fragmento de DNA constitutivo do hospedeiro mamífero (gapdh). Das amostras de baço previamente coletadas 23,2% (32/138) foram positivas para Leishmania spp. As coletas realizadas na Rebio resultaram em 354 morcegos capturados, dos quais 183 foram examinados frente a infecção por tripanosomatídeos. Em quatro animais foi possível o isolamento de três espécies de Trypanosoma, a saber: T. cruzi TcI, T. dionisii, além do primeiro relato de T. marinkelei em Micronycteris minuta. Não foi possível o isolamento de Leishmania spp. entre as culturas de fragmentos de pele, baço ou fígado, entretanto no diagnóstico molecular 37,7% (69/183) foram positivos para o kDNA de Leishmania spp. Sete espécies, do total de 15 analisadas, foram relatadas, pela primeira vez, como hospedeiros de Leishmania spp. no Brasil. No geral, dentre as 101 amostras kDNA positivas, realizamos a PCR direcionada para o marcador HSP70(234) em 64, com amplificação de 76,5% delas (n=49). Destas, 37 foram submetidas ao sequenciamento, porém não obtiveram qualidade suficiente para serem analisadas A clonagem gênica foi realizada em 27 amostras, porém não foi possível a identificação do inserto e a caracterização das espécies. O sistema de PCR Multiplex foi desenhado para detectar um fragmento de 212pb do domínio catalítico do gene constitutivo gapdh, dentro das condições previamente estabelecidas para o diagnóstico de 120pb do kDNA de Leishmania spp. As melhores condições de amplificação foram obtidas usando tanto a enzima TaqDNA HiFidelity quanto o pré-mix de PCR por beads (Ge Healthcare®) sob a seguinte ciclagem: 95°C por 1 min, seguido de 30 ciclos de 95°C por 30 segundos, 61°C por 30 segundos e 72°C por 30 segundos e extensão final a 72°C for 1 min. O teste foi capaz de detectar até 0,1ng de DNA de Leishmania em 100ng de DNA de mamífero. A técnica se mostrou eficaz quando testadas em amostras de 106 mamíferos silvestres, utilizando tecidos de pele, baço e fígado, de mais de 20 espécies de mamíferos silvestres de quatro ordens: Chiroptera, Didelhimorphia, Lagomorpha e Rodentia. A reprodutibilidade da técnica permite que este teste possa ser incorporado a rotina do diagnóstico molecular de Leishmania spp. em mamíferos silvestres. A diversidade de morcegos naturalmente infectados e o seu encontro em todas as localidades analisadas, demonstra que esses animais são hospedeiros de espécie(s) de Leishmania em diferentes regiões do país, incluindo áreas endêmicas da parasitose e que o seu papel como reservatórios silvestres ainda necessita ser melhor definido. O monitoramento contínuo destes animais em expedições que busquem não somente o diagnóstico da infecção por Leishmania sp, mas que avancem no sucesso da caracterização em nível específico, é fundamental para o conhecimento das espécies envolvidas em cada localidade, em especial devido à complexidade e dinamicidade da transmissão destes parasitos na natureza.The ability to fly allow bats to explore a huge diversity of environments with distinct epidemiological characteristics. Although they are hosts of other trypanosomatid species, their participation in the transmission cycle of Leishmania spp. is still underestimated. In this sense, we searched for Leishmania infection in spleen samples of bats previously collected in six localities from Brazil; besides two field expeditions performed in a Leishmaniasis transmission area (Rebio Guaribas/PB). Aiming to refine the molecular diagnosis in order to avoid false negative results, we standardized a Multiplex PCR system able to simultaneously diagnose the Leishmania infection through kDNA detection and the viability of the sample by the detection of a constitutive DNA fragment of the mammalian host (gapdh). Of the previously collected spleen samples, 23.2% (32/138) were positive for Leishmania spp. The scientific expeditions made in Rebio resulted in 354 captured bats, from which 183 were examined for trypanosomatid infection. In four animals, it was possible to isolate three Trypanosoma species: T. cruzi TcI, T. dionisii, and the first report of T. marinkelei in Micronycteris minuta. It was not possible to isolate parasites from cultures of skin, spleen or liver fragments; however, in the molecular diagnosis, 37.7% (69/183) were positive for the Leishmania spp. kDNA. Seven out of 15 captured species were reported for the first time as hosts of Leishmania spp. in Brazil. Of the 101 kDNA positive samples, we performed the PCR directed to the HSP70 (234) target in 64 samples, with PCR amplification in 76.5% of them (n=49). From those, 37 were submitted to DNA sequencing, but did not generate sequences with enough quality to be analyzed. Gene cloning was performed in 27 samples, but it was not possible to identify the DNA insert and characterize the Leishmania species The Multiplex PCR system was designed to detect a 212bp fragment of the catalytic domain of the constitutive gapdh gene, using the conditions previously established for the diagnosis of a 120bp fragment of Leishmania kDNA. The stablished amplification conditions were obtained using both the HiFidelity TaqDNA enzyme and the Pre-Mix PCR beads (Ge Healthcare®) under the following cycling conditions: 95°C for 1 min followed by 30 cycles of 95°C for 30 s, 61°C for 30 s, and 72°C for 30 s and a final extension at 72°C for 1 min. The system was able to detect up to 0.1ng of Leishmania DNA in 100ng of mammal DNA. This technique proved effective when tested on skin, spleen and liver samples derived from 106 wild mammals belonging to more than 20 species from four mammal orders: Chiroptera, Didelhimorphia, Lagomorpha and Rodentia. The reproducibility of this technique allows its incorporation into the routinely molecular diagnosis of Leishmania spp. in wild mammals. The species diversity of the naturally infected bats and their encounter in all analyzed localities demonstrate that these animals are hosts of Leishmania species in different regions of the country, including endemic areas, and that their role as wild reservoirs still needs be clarified. The continuous monitoring of these animals in expeditions that not only diagnose the infection by Leishmania sp., but also achieve to successfully characterize the parasite in specific level, is essential for expanding the knowledge of the involvement of bats in Leishmania sp. transmission cycle. This is especially important due to the complexity and dynamicity of the transmission cycle of those parasites in nature.2020-10-31Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Rio de Janeiro, RJ, Brasil.porQuirópterosAnimais SelvagensLeishmaniaTrypanosomaReação em Cadeia da Polimerase MultiplexQuirópterosAnimais SelvagensLeishmaniaTrypanosomaReação em Cadeia da Polimerase MultiplexInfecção por tripanosomatídeos em morcegos (Mammalia: Chiroptera) capturados em diferentes áreas do Brasil e desenvolvimento de uma PCR Multiplex como ferramenta diagnóstica da infecção por Leishmania spp. em mamíferos silvestresinfo:eu-repo/semantics/publishedVersioninfo:eu-repo/semantics/doctoralThesis2017Pós-Graduação em Biologia ParasitáriaFundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo CruzRio de Janeiro/RJPrograma de Pós-Graduação em Biologia Parasitáriainfo:eu-repo/semantics/openAccessreponame:Repositório Institucional da FIOCRUZ (ARCA)instname:Fundação Oswaldo Cruz (FIOCRUZ)instacron:FIOCRUZLICENSElicense.txttext/plain1748https://www.arca.fiocruz.br/bitstream/icict/25646/1/license.txt8a4605be74aa9ea9d79846c1fba20a33MD51ORIGINALrenata_pires_ioc_dout_2017.pdfrenata_pires_ioc_dout_2017.pdfapplication/pdf13420011https://www.arca.fiocruz.br/bitstream/icict/25646/2/renata_pires_ioc_dout_2017.pdfb475878041e0532ebd6c8f22fca20680MD52TEXTrenata_pires_ioc_dout_2017.pdf.txtrenata_pires_ioc_dout_2017.pdf.txtExtracted texttext/plain468073https://www.arca.fiocruz.br/bitstream/icict/25646/3/renata_pires_ioc_dout_2017.pdf.txtc1cf17f2e7050fcc74fca76d0dfdd288MD53icict/256462021-03-24 16:32:38.207oai:www.arca.fiocruz.br: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Repositório InstitucionalPUBhttps://www.arca.fiocruz.br/oai/requestrepositorio.arca@fiocruz.bropendoar:21352021-03-24T19:32:38Repositório Institucional da FIOCRUZ (ARCA) - Fundação Oswaldo Cruz (FIOCRUZ)false |
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